基于吸附机制的环境DNA被动采样研究进展

杨威; 谢佳慧; 张先炳; 王思源; 谭力伟; 闻友

doi:10.12404/j.issn.1671-1815.2504390

科学技术与工程 ›› 2026, Vol. 26 ›› Issue (24) :10240-10248 DOI: 10.12404/j.issn.1671-1815.2504390

环境科学、安全科学

基于吸附机制的环境DNA被动采样研究进展

杨威 ¹^,² ,
谢佳慧 ² ,
张先炳 ¹^,²^,^* ,
王思源 ² ,
谭力伟 ² ,
闻友 ²

作者信息 +

Research Progress on Adsorption-mechanism-based Passive Sampling of Environmental DNA

YANG Wei ¹^,² ,
XIE Jia-hui ² ,
ZHANG Xian-bing ¹^,²^,^* ,
WANG Si-yuan ² ,
TAN Li-wei ² ,
WEN You ²

Author information +

文章历史 +

摘要

为满足低扰动、长期连续的水生态监测需求,基于吸附机制、低设备依赖的环境DNA(environmental DNA, eDNA)被动采样成为主动过滤的重要补充。然而,该方法有效性及准确性依赖于材料表面对eDNA的富集效果,受材料特性、温度、水动力、水化学条件及生物降解等综合影响,结果易存在时空异质性,跨水体直接对比分析仍面临挑战。综述eDNA被动采样的富集机理与研究进展,梳理材料孔隙结构与表面化学对eDNA吸附、保持与抗污损性能作用的影响,并归纳出关键环境因子对eDNA富集效率与失效模式的影响规律。在此基础上,提出了吸附材料优化开发路径,包括表面化学性能调控、复合吸附强化与孔隙结构优化,以及金属有机框架(metal-organic frameworks,MOF)等新型多孔材料在原位保护与稳定富集方面的应用潜力;同时总结了采样布设的标准化要点,包括选择水动力相对稳定、具有代表性的微环境、合理设定采样时间,必要的采样时空重复,并同步记录关键环境变量,以降低不同站点和季节差异对结果的影响。进一步提出定量化思路,即将累积信号表示为单位时间的净富集速率,并据此估算水体eDNA的近似浓度及其不确定范围,从而提升被动采样结果的合理性。

Abstract

To meet the demand for low-disturbance, long-term, and continuous aquatic ecological monitoring, adsorption-mechanism-based, low-instrument-dependence passive sampling of environmental DNA (eDNA) has emerged as an important complement to active filtration. However, the effectiveness and accuracy of this method rely on eDNA enrichment on the material surface, which is jointly influenced by material properties, temperature, hydrodynamics, water chemistry, and biodegradation. Consequently, results tend to vary with environmental conditions, rendering direct comparisons across different water bodies difficult. The enrichment mechanisms and recent advances in eDNA passive sampling were reviewed. The influence of material pore structure and surface chemistry on eDNA adsorption, retention, and anti fouling performance was sorted out, and the governing patterns by which key environmental factors determined enrichment efficiency and failure operation were summarized. Building on this synthesis, pathways for optimizing adsorptive materials were proposed, including tuning surface chemical properties, enhancing adsorption through composite designs, and optimizing pore structures, as well as the potential of emerging porous materials such as metal-organic frameworks (MOFs) for in situ protection and stable enrichment. Key points for standardizing sampling were also summarizd, including selecting hydrodynamically stable and representative microenvironments, setting appropriate sampling durations, necessary spatial-temporal replicates, and concurrently recording key environmental variables (e.g., temperature, flow, and pH) to reduce site-and season-driven variability. Finally, a quantitative framework was proposed in which the accumulated signal was expressed as a net enrichment rate per unit time, enabling estimation of an approximate eDNA concentration and its uncertainty range, thereby improving the interpretability of passive-sampling results.

Graphical abstract

关键词

环境DAN(eDNA) / 被动采样 / 吸附材料 / 鱼类监测 / 水生态

Key words

environmental DNA(eDNA) / passive sampling / sorbent materials / fish monitoring / freshwater ecology

引用本文

引用格式 ▾

杨威, 谢佳慧, 张先炳, 王思源, 谭力伟, 闻友. 基于吸附机制的环境DNA被动采样研究进展[J]. 科学技术与工程, 2026, 26(24): 10240-10248 DOI:10.12404/j.issn.1671-1815.2504390

YANG Wei, XIE Jia-hui, ZHANG Xian-bing, WANG Si-yuan, TAN Li-wei, WEN You. Research Progress on Adsorption-mechanism-based Passive Sampling of Environmental DNA[J]. Science Technology and Engineering, 2026, 26(24): 10240-10248 DOI:10.12404/j.issn.1671-1815.2504390

登录浏览全文

4963

注册一个新账户忘记密码

全球水生态系统正面临生物多样性下降、栖息地退化及环境污染等多重威胁,亟须开发高效、灵敏且环境干扰小的生态监测手段,为水生态保护与管理的科学决策提供支撑^[1]。环境DNA(environmental DNA, eDNA)技术通过直接检测水体中生物脱落或释放的遗传物质,能够高效、灵敏地揭示鱼类、浮游生物及底栖动物等类群的多样性信息^[2-3],已被广泛应用于水生生物多样性调查、稀有/入侵物种早期预警、栖息地或水环境状态评估等水生态监测场景。此外,eDNA的应用范围已从水体扩展至沉积物,可用于重建历史群落基线,为生物种群数量的长期变化分析提供参照^[4]。由于eDNA技术具有非侵入、布点灵活、现场操作相对简单等优势,能在较短的采样与检测周期内实现较高的检出灵敏度,并保持良好的可重复性,因此已成为水生态健康评估与保护管理的重要工具^[5-6]。

当前水生态监测中的eDNA采集多采用主动过滤法,即通过水泵或注射器驱动水样通过滤膜以富集eDNA^[7]。该方法在不同类型水体中均展现出较好的物种检出能力与适用性^[8],但对现场样品处理要求较高,通常需要在野外对数升至数十升水样进行抽滤处理,过程耗时且依赖专业人员与稳定供电,不仅不利于偏远地区样品采集,更难以实现连续监测^[9]。为满足长期连续监测及资源受限条件下的采样需求,基于自然吸附过程的被动采样法逐渐被开发^[10]。该方法通过标准化固定单元或简易悬挂装置布设于水体中,利用材料表面对水中游离eDNA的自主捕获实现富集,无需外部动力,具有成本低、操作简便且易于标准化等优势,正逐步用于水体eDNA连续采集工作中^[11-13]。

中外学者围绕eDNA被动采样技术开展了大量研究。Mariani等^[14]最早将海绵作为天然被动环境DNA采样介质应用于海洋环境,证实了其在热带海域生物多样性调查中的可靠性。Anish等^[15]将蒙脱土和颗粒活性炭用于被动环境DNA采样器设计,经实验室和野外实验证实了两类材料在淡水eDNA富集中的有效性。Cindy等^[10]将带正电荷尼龙膜与非带电纤维素酯膜直接浸没于热带和温带海域,证实eDNA被动富集在鱼类物种检测及生物多样性评估中与主动过滤法效果相当。Chen等^[16]利用被动采样器(PEDS)检测到濒危物种长江江豚,其探测概率(0.803)显著高于传统过滤方法(0.407)。Lin等^[17]开发了一种高效、便捷的空气eDNA被动采样方法,利用静电除尘纸(EDC)作为采样材料,仅需一天即可稳定捕获空气中的动植物DNA,实现对陆地生物多样性的大范围、高时间分辨率监测。研究通过材料对比和时间序列分析,验证了EDC在不同环境下的稳定性和灵敏度,为生物多样性调查、物候动态追踪及濒危物种监测提供了低成本、易推广的技术方案。Chen等^[18]研究发现,被动式中流膜采样(PMC)效果最佳,检测到559个操作分类单元(operational taxonomic unit,OTUs),远超传统踢网法的152个OTUs,且在分类分辨率和系统发育多样性上均表现最优。PMC还与传统数据具有最强统计一致性(P<0.01),同时相对序列丰度与形态学丰度在优势类群中高度相关(P<0.01)。研究支持将PMC作为溪流生物多样性评估的高效工具,并建议与传统方法结合使用,以兼顾全面性与丰度准确性。eDNA被动采样技术为大型河流生物多样性长期监测提供了技术支撑^[19]。

eDNA被动采样的核心在于固体介质对水体中游离DNA的捕获、保留和富集。早期利用天然多孔基质(如海绵)在水体中实现了无需外部动力捕获eDNA,证明其可行性^[14]。随后,具有可控孔隙结构与表面性质的人工合成材料被引入被动采样体系,用以提高富集效率并增强检测结果的稳定性与可重复性^[20-21]。材料的孔结构与表面化学性能对eDNA的捕获效率与稳定性影响显著,且这种影响会随水体理化性质与生物本底的变化而呈现明显差异^[22-23]。受材料性能与环境条件耦合影响,eDNA监测结果时空波动大,不同水体、不同部署条件下获得的数据往往难以直接对比,从而限制了该技术跨区域推广与生态评估应用^[24-25]。当前eDNA被动采样的技术瓶颈已从“能否富集eDNA”转变为“如何获得稳定且可比较的监测结果”。吸附、解吸与降解等过程在水体中同时发生,采样信号往往难以直接反映真实的eDNA输入水平;不同环境条件下各过程的相对作用大小,也缺乏统一的量化指标与评价方法。此外,材料选择与参数部署等实验流程尚缺少一致的评价与质量控制体系,进而限制了材料精准设计与采样策略的科学制定^[26]。

基于上述问题,综述eDNA被动采样的原理与最新进展,探讨环境因子和材料特性对eDNA富集效率的影响机制,并提出采样材料的优化设计路径,以提高采样效率和结果稳定性。同时,给出该技术标准化与规模化应用的建议,旨在推动eDNA被动采样技术在水生态监测与生物多样性评估中的有效应用。

1 eDNA被动采样技术原理

1.1 eDNA吸附过程

水环境eDNA通过主动过滤或被动浸泡方式完成野外富集,经样品预处理、核酸扩增与测序分析,实现生物多样性信息解析(图1)。eDNA采样的本质,是在有限时空窗口内对一个持续产生、扩散并衰减的“分子信号场”进行统计抽样。在水环境中,eDNA的释放、迁移与衰变过程会共同影响其可被采样器捕获的可能性^[27]。被动采样获取的eDNA信号来自固体介质表面对DNA的持续吸附,这些eDNA既可以以游离分子形式被富集,也可能以细胞/细胞器碎片、颗粒结合等形式存在^[10,21]。不同形态的eDNA进入介质表面邻近区域均发生“传质-结合-滞留”这一连续过程,因此eDNA的富集由“结构接触”与“界面相互作用”共同决定^[28-29]。孔隙结构及可达表面积影响eDNA与界面发生接触与滞留的机会,因此优化孔径与材料结构参数可改善环境DNA的富集结果^[21]。在界面层面,eDNA的结合强度主要由表面电性与分子间作用决定:DNA骨架带负电,使得静电吸附在许多界面体系中成为重要驱动力^[30]。除静电作用外,氢键与疏水相互作用会影响DNA在界面上的附着稳定性。例如,DNA与纤维素体系的疏水相互作用可解释其界面行为^[26],而DNA在微塑料表面的吸附也显示界面性质会改变结合方式与稳定性^[31]。针对eDNA本身,已有研究从聚合物与硅等表面讨论了eDNA的吸附及其在界面上的保护效应,说明“吸附”不仅影响捕获量,也会改变DNA的保存状态^[12];与此相近的胞外DNA(extracellular DNA)在界面上的吸附行为与机制研究也为理解eDNA被动采样提供了证据支持^[32]。

1.2 解吸与降解过程

当eDNA与采样材料表面之间的吸附平衡被破坏时,已结合的DNA分子可从材料表面发生解吸并转变为游离状态。水动力扰动可通过增强剪切力和机械作用,破坏eDNA与材料表面的物理结合状态,导致DNA分子发生脱离;pH下降或溶液阳离子浓度降低会削弱材料表面的正电荷密度,减弱其与带负电DNA分子之间的静电吸附作用,促进解吸过程的发生^[33]。温度升高则通过增强DNA分子的热运动,加速分子间相对位移,进而破坏原有的氢键和疏水作用,降低eDNA在材料表面的结合稳定性^[27]。此外,水体中的溶解有机质(dissolved organic matter,DOM)和颗粒物质可与eDNA竞争有限的吸附位点,间接诱导已吸附DNA的脱附^[34]。

捕获后的eDNA易受到生物和非生物作用导致自身降解。其中,微生物释放的核酸酶是造成DNA快速降解的主要原因,使得DNA分析结果的准确性降低^[35]。而紫外线和活性氧(reactive oxygen species,ROS)等非生物因素则会导致DNA碱基氧化和部分分子链断裂,从而加速DNA降解^[36]。上述降解作用常与温度、pH和离子强度等环境因子共同影响eDNA的稳定性。

受eDNA的吸附、解吸与降解过程的共同影响,eDNA的富集量随时间增加,材料表面富集的eDNA量与水体中eDNA的瞬时浓度不直接相关^[37]。在自然水体中,这些机制在复杂界面环境下发生耦合与动态交互,其相对重要性及条件依赖性难以被定量区分。尤其在温度、pH、离子强度及生物活动等多种环境因子同时变化的条件下,各作用机制的协同或拮抗效应仍未得到充分解析^[38]。

2 影响因素与材料-环境耦合机制

2.1 材料特性对吸附效果影响

理想的富集材料须具备良好的亲水性、适宜的孔径结构及较高的环境耐受性,以实现对目标eDNA的高效捕获。eDNA被动采样材料已从天然介质(如海绵)逐步发展到多类人工合成材料,如活性炭、蒙脱土与尼龙膜等^[16,31]。Jan等^[32]利用南极天然海绵完成了极地海域鱼类eDNA的被动捕获,验证了天然多孔基质在极端水环境下的eDNA富集可行性。Cindy等^[21]对比了12类人工合成材料的eDNA富集效率,筛选出尼龙膜与活性炭复合体系为最优组合。杭鑫等^[39]研究发现,颗粒物竞争吸附是影响太湖流域监测准确性的关键因素,而污泥生物炭基改性材料的抗干扰特性恰好适配这一水域特征。材料对eDNA的富集能力取决于其物理结构(传质与截留)、表面化学特性(吸附与结合稳定性)以及机械性能(长期部署的性能保持)。

孔径大小、孔隙连通性、孔隙分布及比表面积直接影响eDNA与材料表面的接触概率、传质阻力与最终截留容量。Jo等^[40]研究表明,孔径较大的材料有利于eDNA分子快速进入材料内部并与吸附位点接触,在特定条件下可能更利于较长片段的富集。但当孔径过大时,eDNA更易随水流穿透吸附材料而导致整体截留效率下降。相反,孔径较小的材料可提高瞬时截留概率,但扩散受限、堵塞风险上升,进而削弱有效通量与持续富集能力。Sun等^[41]以浒苔为原料,通过O/N共掺杂改性制备多孔碳材料,精准调控表面官能团密度,优化了材料极性与静电吸附能力。

eDNA分子通常带负电荷,其与材料表面的相互作用常由静电吸附、氢键及界面作用共同决定。Yang等^[42]研究表明,在材料表面引入正电荷官能团可增强对eDNA的静电吸引,从而提高初始捕获效率。Jeeva等^[43]进一步指出,含羟基、羧基等极性官能团的材料可通过氢键等相互作用增强eDNA在表面的结合稳定性并降低解吸风险。除电荷与极性外,材料表面润湿性和疏水性可能通过影响界面传质、分子扩散与载体颗粒附着过程,进而影响eDNA的富集与保持^[44]。通过对官能团类型、密度及空间分布进行可控设计,则可能实现对特定eDNA的选择性富集^[45]。

野外监测中吸附材料需长期承受水流冲刷、悬浮颗粒磨损及化学条件波动等扰动。具有更高机械强度与环境稳定性的材料通常更能维持稳定的吸附效能,降低因环境变化导致的性能不稳定性^[46-47]。材料的结构完整性与抗污、抗降解能力是保障被动采样可比性与可重复性的基础^[48-49]。

2.2 环境因素对eDNA采集效果影响

eDNA被动采样效果高度依赖于采样环境条件,温度、水动力过程、水体化学性质及生物活动等因素可通过影响水体中eDNA的产生,以及吸附、解吸与降解行为,显著影响监测结果。

温度对eDNA稳定性与被动采样净富集效率影响显著。温度升高通常会加快DNA的酶促降解,同时促进非酶促化学断裂反应,从而缩短eDNA在水体中的有效残留时间。当水温从10 ℃升至30 ℃时,eDNA的衰减速率常数可增加3~5倍^[30]。Jessica等^[50]研究发现,在高温季节(>25 ℃)的水域,将被动采样器的暴露周期压缩至常规的1/2~1/3有助于捕获尚未被显著降解的目标信号。周春花等^[3]研究了赣江下游夏季高温(30~35 ℃)对鱼类eDNA富集的影响,提出了适用于中国南方夏季的采样时长(24 h内)和重复次数(3次及以上)。

水动力条件(如水流流速、湍流程度)会影响eDNA分子与材料的接触频率及结合稳定性。适度流动可降低边界层阻力并提高传质,但在静水或低流速条件下传质受限,且颗粒沉降可能改变eDNA的可供富集比例;但高速水流会缩短接触时间,持续的冲刷还可能诱发解吸或破坏已形成的吸附结构,降低吸附效率^[51-52]。Dercksen等^[51]通过一系列流场实验,发现当流速超过0.8 m/s时,eDNA的吸附效率显著下降。在河流、河口等高流速环境中,可将采样材料布设于近岸缓流区、回水区或水动力稳定的微环境中,并优化固定方式与采样时长,降低冲刷对eDNA富集过程的干扰。

水体的pH和离子组成通过调控eDNA分子构象及材料表面的电荷状态,决定eDNA与固体介质之间的静电吸附强度和结合稳定性。中性或弱酸性环境通常更有利于eDNA的稳定吸附,而偏酸或偏碱条件可能诱导eDNA构象发生变化(如碱基暴露或局部解链),在增强结合能力的同时也会加快eDNA的降解过程。中性至弱碱条件下eDNA可能发生局部单链化,暴露更多潜在结合位点,从而在一定条件下提高吸附效率^[53]。水体中的离子强度及离子组成(如Na⁺、Ca²⁺、Cl^-)同样对eDNA吸附行为具有显著调控作用,可通过电荷屏蔽/离子桥联影响结合稳定性。阳离子可通过中和DNA骨架上的负电荷,促进其构象收缩并靠近材料表面,从而增强吸附;阴离子则可能通过改变界面溶剂化状态和eDNA构象间接影响其与材料表面的结合^[54]。

生物因素通过影响eDNA的释放、降解及其在水体中的再分布过程,调控样品中eDNA的浓度,并可能通过材料表面生成生物膜或改变胞外核酸酶活性影响界面富集过程^[55]。微生物群落在eDNA的环境降解过程中发挥关键作用。Beattie等^[35]证实了硝化细菌富集群落可显著加快eDNA酶促降解。郭金等^[56]在草海富营养化湖泊研究中发现,浮游水体与表层沉积物的硅藻eDNA群落存在显著差异,印证了环境介质异质性对eDNA分布的影响,为富营养化湖泊eDNA监测提供了参考。邓居豪等^[57]通过对环鄱阳湖城市群的监测研究进一步表明,在人类活动干扰下,微生物群落结构发生改变,这会加剧水体环境中物种竞争与污染物降解的风险。不同水体微生物群落组成的差异,直接导致eDNA衰减速度与残留时间的异质性,进而影响监测结果的稳定性。

3 采样策略优化与标准化路径

3.1 采样材料的优化与开发

吸附材料是被动eDNA采样中决定界面净累积量的核心载体,现有优化方向主要集中在提升单位时间富集能力、增强界面保护能力、提高抗冲刷与抗污染能力三方面,以降低野外环境波动对结果的放大效应并支撑跨场景可比性。可通过表面化学调控、复合增强与孔隙结构设计,以及新型多孔框架材料开发提升材料的吸附富集效能。

表面化学调控用于提升eDNA的吸附强度与保持稳定性。如引入氨基、羧基及羟基等极性官能团可增强材料与DNA分子间的静电吸附与氢键作用,从而提高捕获效率^[58];疏水性表面修饰被用于改善界面亲和与保持表现,使eDNA在材料表面更稳定富集^[59]。Zhang等^[60]研究发现,接枝聚乙二醇或两性离子聚合物可在材料表面形成水化层,阻挡非目标分子吸附,为eDNA采样材料抗污优化提供参考。

复合增强与结构设计可在复杂水动力和颗粒干扰下维持eDNA稳定富集,同时提升材料的机械性能、环境稳定性与捕获效率^[61]。将纳米氧化物、层状硅酸盐等填料与聚合物基体复合,可构建多尺度孔隙结构,在优化传质效率与富集容量的同时,强化材料抗污与结构稳定性^[62]。3D打印技术则为孔隙结构精准设计提供支撑,Héloïse等^[63]利用3D打印技术制备多孔磷灰石采样材料,精准设计孔隙连通性与孔径梯度,实现了水体的高流通量和eDNA分子的高效截留。在新材料方向,金属有机框架(metal-organic frameworks,MOF)凭借周期性多孔结构与可调表面化学性能,在选择性捕获、富集与原位保护方面具有较大潜力(图2^[64])。Fitz等^[64]开发的ZIF-8型采样器可有效截留eDNA并隔绝降解因子,延长eDNA保存时间。

3.2 采样布置的标准化路径

无论采用主动过滤还是被动采样,目标物种eDNA的释放、水体中的输运与稀释、降解,以及沉降与再悬浮共同决定样本的可用性,而采样点位、采样时段、重复设计与处理流程决定最终的检出能力与结果稳定性。因此,在明确监测目标(如稀有物种早期预警、群落评估或长期趋势追踪)与空间尺度后,可利用物种分布模型与历史调查数据,结合地理信息系统(geographic information system,GIS)与遥感技术识别潜在热点区域,以提高监测数据的空间代表性与检出效率^[65-66]。对于丰度较低或分布呈斑块状的目标物种,应在潜在热点及关键水文单元(如汇流口、障碍物上下游与典型栖息地斑块)适当加密样点并设置空间重复,以降低水动力造成的信号偏移对分布解释的干扰^[67]。

相较主动过滤,被动采样更应围绕eDNA信号的累计强度和降低干扰展开^[10]。Jeunen等^[31]在大西洋欧洲海域开展海洋eDNA被动采样时,将采样器布设于船载固定结构背水侧与近岸缓流区,有效降低了海洋高流速对eDNA富集的冲刷干扰。朱兴林等^[68]针对西北干旱区内陆河特征,提出上游水体稳定区缩短采样周期、下游低流动性区延长暴露时间的思路。在高流速或湍流水域,需优先选择近岸缓流带、回水区等剪切力较弱的代表性微环境,通过可靠固定减少冲刷对界面累积的削弱及装置失效风险^[69]。静水或低流区域则侧重解决传质受限问题,可通过延长有效暴露窗口或增加时间重复提升低浓度eDNA信号的捕获效率^[70]。pH、离子强度与浊度会显著影响吸附解吸平衡及颗粒竞争过程,需作为采样分层依据与核心协变量记录,如在高浊度或高颗粒物负荷水域,可采用更短暴露周期与更高重复频次,降低竞争吸附与非目标污染对结果的稀释效应^[37]。

在时间维度上,采样时长与频率应随环境变化进行调整。基于温度、微生物活性及水流条件的季节性波动优化暴露周期与重复频次,可有效减轻eDNA降解、脱附造成的信号损失,提升捕获效率与结果稳定性^[71-72]。von Ammon等^[73]在海洋监测中,更具针对性地根据海水温度与微生物活性的季节差异,制定了差异化采样频率,显著提升了全年采样结果的时间可比性。而在微生物活性强或生物相互作用频繁的水域,适度提高采样频率或缩短单次暴露时间,更能精准反映水体中eDNA的快速变化过程^[74]。此外,正式监测前建议开展预试验,建立典型季节与水动力条件下的时间与富集关系,识别采样材料在目标水体中的有效暴露窗口及潜在饱和或失效拐点;同时需统一记录流速、温度、浊度、电导率等关键环境变量,为后续数据的分层解释与参数标准化提供支撑^[75]。水环境采样质量控制需贯穿全流程,除时空重复外,还需在采样前对设备进行酸洗/碱洗校准、采样中避免交叉污染、采样后及时低温保存,这些质量控制要点可进一步降低不同站点的监测误差^[76]。

4 结论与展望

eDNA被动采样凭借操作简便、环境扰动小及适于长期连续采集等优势,正逐步发展为水生态监测领域的重要技术补充。被动eDNA采样的结果由eDNA的供给强度与界面过程共同控制。材料的孔结构与表面性质决定可达吸附位点、传质阻力与保持能力;温度、水动力、水体化学条件与生物过程共同决定eDNA的释放、迁移和降解行为,从而决定其稳定性与可比性。材料及其结构优化可提升eDNA的富集能力,并降低长期部署过程中吸附性能下降或材料失效的风险。在此基础上,采样策略应重点规范可人为控制的关键部署条件,如采样位置选择、暴露时间设置及重复采样数量等,以减少不同研究之间的人为差异。在实际应用中,对于丰度较低或检出概率较小的目标物种,应通过扩大采样空间范围并增加重复采样来提高检出可靠性;而在长期连续监测中,则需保持采样参数一致,并结合必要的质量控制措施,以保证不同时间段结果具有可比性。

未来研究应将目前依赖经验的采样部署方式转变为基于参数控制的定量化方法,并在此基础上建立可重复执行的标准操作流程。实现被动采样定量化的核心在于将采样器获得的DNA累积量转换为单位时间的净累积速率,并进一步估算对应水体中的DNA水平或输入强度及其不确定范围。一种可行途径是引入外源标准DNA或过程对照,并结合吸附动力学模型,将检测信号换算为具有可比性的速率参数;另一种途径是将采样器尺寸与水体流动条件纳入传质分析,估算等效采样体积或通量,并通过少量主动过滤样本进行校准,从而建立不同水体条件下的换算关系,使被动采样结果能够与常规水样浓度相对应。为提高不同研究团队与不同监测场景之间结果的一致性与可比性,标准化实施应明确材料规格、布设位置与固定方式、暴露时长与重复设置、空白与回收效率控制、关键环境参数记录以及数据处理标准。通过在不同类型水体与不同季节条件下开展系统验证并汇集数据,可逐步形成针对不同环境条件(如流速、水温、浊度等)的参数修正方法,使被动采样结果能够在不同区域、不同时间和不同研究之间进行可靠比较,推动其由探索性方法发展为稳定、可重复的常规监测技术。

参考文献

原文顺序 | 出版日期 | 本文引用

[1]	Huang S, Yoshitake K, Watabe S, et al. Environmental DNA study on aquatic ecosystem monitoring and management: recent advances and prospects[J]. Journal of Environmental Management, 2022, 323: 116310.

[2]	谷思雨, 陈凯, 金小伟, 等. 水生生物环境DNA监测技术的发展、应用与标准化[J]. 水生生物学报, 2024, 48(8): 1443-1458.

[3]	Gu Siyu, Chen Kai, Jin Xiaowei, et al. Development, application and standardization of environmental DNA monitoring technology for aquatic organisms[J]. Acta Hydrobiologica Sinica, 2024, 48(8): 1443-1458.

[4]	周春花, 王蓉蓉, 王生, 等. 基于环境DNA宏条形码技术的赣江下游(南昌段)鱼类多样性[J]. 湖泊科学, 2023, 35(4): 1423-1440.

[5]	Zhou Chunhua, Wang Rongrong, Wang Sheng, et al. Fish diversity in the lower reaches of the Ganjiang River (Nanchang section) based on environmental DNA metabarcoding[J]. Journal of Lake Sciences, 2023, 35(4): 1423-1440.

[6]	Huang S C, Stoof-Leichsenring K, Liu S S, et al. Plant sedimentary ancient DNA from far east russia covering the last 28 000 years reveals different assembly rules in cold and warm climates[J]. Frontiers in Ecology and Evolution, 2021, 9: 763747.

[7]	Aikaterini V, Ioannis K, Aristeidis P. River benthic macroinvertebrates and environmental DNA metabarcoding: a scoping review of eDNA sampling, extraction, amplification and sequencing methods[J]. Biodiversity and Conservation, 2023, 32(13): 4221-4238.

[8]	Louise N, Riis O C, Kristian T, et al. eDNA metabarcoding for biodiversity assessment, generalist predators as sampling assistants[J]. Scientific Reports, 2021, 11(1): 6820.

[9]	Rupert M, Christine C, et al. Detection of vertebrates from natural and artificial inland water bodies in a semi-arid habitat using eDNA from filtered, swept, and sediment samples[J]. Ecology and Evolution, 2023, 13(4): e10014.

[10]	Nastassia V P, Kelly D G. Capturing marine microbiomes and environmental DNA: a field sampling guide[J]. Frontiers in Microbiology, 2023, 13: 1026596.

[11]	Thomas A T A C, Howard J H J, Nguyen P N P L, et al. eDNA sampler: a fully integrated environmental DNA sampling system[J]. Methods in Ecology and Evolution, 2020, 11(7): 878.

[12]	Cindy B, Neil J S, Tiffany S, et al. Passive eDNA collection enhances aquatic biodiversity analysis[J]. Communications Biology, 2021, 4(1): 447.

[13]	Khodadoust S, Talebianpoor M S. Optimization of the extraction of clonazepam and lorazepam using nano-sponge activated carbon and its determination by high-performance liquid chromatography[J]. Microchemical Journal, 2024, 207: 111937.

[14]	Nichols P K, Vimond C M, Marko P B. Simple passive environmental DNA samplers for marine biomonitoring in resource-limited programs[J]. Current Protocols, 2025, 5(8): e70186.

[15]	Blackman R, Couton M, Keck F, et al. Environmental DNA: the next chapter[J]. Molecular Ecology, 2024, 33(11): e17355.

[16]	Mariani S, Baillie C, Colosimo G, et al. Sponges as natural environmental DNA samplers[J]. Current Biology, 2019, 29(11): 401-402.

[17]	Anish K, Atkinson J D, Sassoubre L. Design and validation of passive environmental DNA samplers (PEDS) using granular activated carbon (GAC) and montmorillonite clay (MC)[J]. Environmental Science & Technology, 2020, 54(19): 11773-11782.

[18]	Chen X, Li S, Zhao J, et al. Passive eDNA sampling facilitates biodiversity monitoring and rare species detection[J]. Environment International, 2024, 187: 108706.

[19]	Lin R, Yan Z, Yao M. Robust passive sampling of airborne environmental DNA to monitor plants and animals[J]. Methods in Ecology and Evolution, 2025, 16(9): 2118-2130.

[20]	Chen J, Zang H, Ning Y, et al. The eDNA methods outperforming the traditional method in capturing the diversity of stream benthic macroinvertebrates[J]. Ecological Indicators, 2025, 179: 114254.

[21]	Ding L, Duan X, Liu M, et al. Passive eDNA sampling characterizes fish community assembly in the lancang river of Yunnan, China[J]. Biology, 2025, 14(8): 1080.

[22]	Nichols P K, Marko P B. No pump, no problem: evaluating passive eDNA sampling for marine biomonitoring of a nuisance macroalga[J]. PeerJ, 2025, 13: e19939.

[23]	Cindy B, Yuan G, Bach T Y, et al. Comparison of materials for rapid passive collection of environmental DNA[J]. Molecular Ecology Resources, 2022, 22(7): 2559-2572.

[24]	Schefer R B, Paolucci C, Mitrano D M. Adsorption and protection of environmental DNA (eDNA) on polymer and silica surfaces[J]. Environmental Science & Technology, 2025, 59: 20462-20473.

[25]	Jiang S, Yang J, Qiu Y, et al. Temporal tracing of pollution source using a continuous eDNA approach[J]. Environmental Science & Technology, 2025, 59: 18345-18356.

[26]	李宁, 王菊, 程阳眷, 等. 活性炭负载硫化纳米零价铁对胞外DNA在土壤-水界面的吸附行为与机制[J]. 环境科学学报, 2024, 44(10): 331-343.

[27]	Li Ning, Wang Ju, Cheng Yangjuan, et al. Adsorption behavior and mechanism of extracellular DNA at the soil-water interface by sulfidated nano-zero-valent iron supported on activated carbon[J]. Acta Scientiae Circumstantiae, 2024, 44(10): 331-343.

[28]	Hossain M S, Hossain M M, Khatun M K, et al. Hydrogel-based superadsorbents for efficient removal of heavy metals in industrial wastewater treatment and environmental conservation[J]. Environmental Functional Materials, 2023, 2(2): 142-158.

[29]	Liu Q, Tan J, Wang M, et al. Optimization of pore size and filter material for better enrichment of environmental DNA[J]. Frontiers in Environmental Science, 2024, 12: 1422269.

[30]	Akihide K, Shingo T, Aya Y, et al. The effect of temperature on environmental DNA degradation of Japanese eel[J]. Fisheries Science, 2024, 90(3): 547.

[31]	Wang W, Wang L, Zhang M, et al. Contribution evaluation of physical hole structure, hydrogen bond, and electrostatic attraction on dye adsorption through individual experiments[J]. Adsorption Science & Technology, 2023, 2023: 4596086.

[32]	Jia M, Liu C, Cui X, et al. Fast and efficient adsorption of the organic dyes on the porous carbon microspheres prepared from a new two-step approach[J]. Diamond & Related Materials, 2023, 128: 109256.

[33]	Luke J M, Samuel A V, Susan W A, et al. Temperature controls eDNA persistence across physicochemical conditions in seawater[J]. Environmental Science & Technology, 2022, 56(12): 8629-8639.

[34]	Jeunen G J, Mills S, Mariani S, et al. Streamlining large-scale oceanic biomonitoring using passive eDNA samplers integrated into vessel’s continuous pump underway seawater systems[J]. The Science of the Total Environment, 2024, 946: 174354.

[35]	Jan J G, Miles L, Jennifer D, et al. Characterizing Antarctic fish assemblages using eDNA obtained from marine sponge bycatch specimens[J]. Reviews in Fish Biology and Fisheries, 2023, 34(1): 221-238.

[36]	Ciğeroğlu Z, Messaoudi N E, Şenol Z M, et al. Clay-based nanomaterials and their adsorptive removal efficiency for dyes and antibiotics: a review[J]. Materials Today Sustainability, 2024, 26: 100735.

[37]	Guo M, Noori R, Abolfathi S. Microplastics in freshwater systems: dynamic behaviour and transport processes[J]. Resources, Conservation & Recycling, 2024, 205: 107578.

[38]	Beattie R E, Helbing C C, Imbery J J, et al. A nitrifier-enriched microbial community contributes to the degradation of environmental DNA[J]. Environmental DNA, 2023, 5(6): 1473-1483.

[39]	Sadek T A, Yusuf N. Ultraviolet radiation biological and medical implications[J]. Current Issues in Molecular Biology, 2024, 46(3): 1924-1942.

[40]	Beilun Z, van Bodegom P M, Baptist T K. Bacterial abundance and pH associate with eDNA degradation in water from various aquatic ecosystems in a laboratory setting[J]. Frontiers in Environmental Science, 2023, 11: 1025105.

[41]	张娜, 仇保丰, 谢艳辉, 等. 水环境生态系统中环境DNA脱落、衰变和运输过程的研究进展[J]. 海洋湖沼通报, 2021, 43(3): 129-135.

[42]	Zhang Na, Qiu Baofeng, Xie Yanhui, et al. Research progress on the shedding, decay and transport of environmental DNA in aquatic ecosystems[J]. Transactions of Oceanology and Limnology, 2021, 43(3): 129-135.

[43]	杭鑫, 朱士华, 李心怡, 等. 太湖流域近二十年生态环境状况变化特征及驱动因素分析[J]. 科学技术与工程, 2025, 25(1): 416-429.

[44]	Hang Xin, Zhu Shihua, Li Xinyi, et al. Temporal changes and driving factors of ecological environment in Taihu Lake Basin over the past two decades[J]. Science Technology and Engineering, 2025, 25(1): 416-429.

[45]	Jo T, Murakami H, Masuda R, et al. Selective collection of long fragments of environmental DNA using larger pore size filter[J]. Science of the Total Environment, 2020, 735: 139462.

[46]	Sun R, Xu Z Y, Lin J R. Molecular-level insights into pH regulation of cation adsorption and exchange at clay particle edges[J]. Applied Clay Science, 2023, 232: 106789.

[47]	Yang Z, Jin B C, Li J, et al. Drastically boosting acetone capture by O/N co-doped Enteromorpha porous carbon: key role of optimizing pore structure and improving surface polarity[J]. Applied Surface Science, 2023, 641: 158396.

[48]

Jeeva N, Thirunavukkarasu K, Xavier J R. Multilayer functional polyurethane nanocomposite coating containing graphene oxide and silanized zirconium nitride for the protection of aluminum alloy structures in aerospace industries[J]. Journal of Materials Engineering and Performance, 2024, 34(5): 1-21.

[49]	Wang Z, Xiao J, Hu F, et al. Adsorption of extracellular DNA to biochar derived from Chinese herbal medicine residues and impact on DNA degradation by DNase I[J]. AIP Advances, 2022, 12(7): 75304.

[50]	刘炜, 孟多, 褚书平, 等. 污泥生物炭对四环素吸附性能的优化及吸附机理[J]. 科学技术与工程, 2025, 25(11): 4801-4808.

[51]	Liu Wei, Meng Duo, Chu Shuping, et al. Optimization of adsorption performance and mechanism of tetracycline by sludge biochar[J]. Science Technology and Engineering, 2025, 25(11): 4801-4808.

[52]	丛俏, 蔡国庆, 任梓瑄. 微塑料的老化及其对水环境中抗生素的吸附行为研究进展[J]. 科学技术与工程, 2024, 24(11): 4380-4388.

[53]	Cong Qiao, Cai Guoqing, Ren Zixuan. Aging of microplastics and their adsorption behavior of antibiotics in aquatic environments: a review[J]. Science Technology and Engineering, 2024, 24(11): 4380-4388.

[54]	Thompson S, Jarman S, Griffin K, et al. In vitro passive eDNA sampling provides a cost-effective alternative for large scale sample collection[J]. Environmental DNA, 2025, 7(3): e70101.

[55]	Yang Z W, Li J J, Wang Y H, et al. Metal/covalent-organic framework-based biosensors for nucleic acid detection[J]. Coordination Chemistry Reviews, 2023, 491: 215249.

[56]	Wang D Y, Chen C F, Hu X J, et al. Enhancing the properties of water-soluble copolymer nanocomposites by controlling the layer silicate load and exfoliated nanolayers adsorbed on polymer chains[J]. Polymers, 2023, 15(6): 1413.

[57]	Jessica J E, Sendrea E B, Peter W S. Effects of temperature and trophic state on degradation of environmental DNA in lake water[J]. Environmental Science & Technology, 2016, 50(4): 1859-1867.

[58]	Dercksen J A, Foppen J W, Blom A, et al. The impact of flow velocity on environmental DNA detectability for the application in river systems[J]. Environmental DNA, 2025, 7(3): e70111.

[59]	王玉蓉, 王媛媛, 文茄汀. 沉积物和流速对环境DNA持久性的影响[J]. 中国农村水利水电, 2024(8): 1-7.

[60]	Wang Yurong, Wang Yuanyuan, Wen Jiating. Effects of sediment and flow velocity on the persistence of environmental DNA[J]. China Rural Water andHydropower, 2024(8): 1-7.

[61]	Juewen L. Adsorption of DNA onto gold nanoparticles and graphene oxide: surface science and applications[J]. Physical Chemistry Chemical Physics, 2012, 14(30): 10485-10496.

[62]	Feng W, Li Y, Lin Z, et al. The influence on biosorption potentials of metal-resistant bacteria Enterobacter sp. EG16 and Bacillus subtilis DBM by typical red soil minerals[J]. Journal of Soils and Sediments, 2020, 20: 3217-3229.

[63]	Bettina T, Andreas R, Anna T, et al. The effect of activity, energy use, and species identity on environmental DNA shedding of freshwater fish[J]. Frontiers in Ecology and Evolution, 2021, 9: 116310.

[64]	郭金, 蒋娟, 龙云川, 等. 基于eDNA宏基因组的草海湖泊硅藻群落及多样性分析[J]. 环境科学研究, 2024, 37(5): 1027-1036.

[65]	Guo Jin, Jiang Juan, Long Yunchuan, et al. Community composition and diversity of diatoms in Caohai Lake based on eDNA metagenomics[J]. Research of Environmental Sciences, 2024, 37(5): 1027-1036.

[66]	邓居豪, 朱煜峰, 龚循强, 等. 环鄱阳湖城市群生态环境质量时空演变及驱动因子分析[J]. 科学技术与工程, 2025, 25(32): 14062-14075.

[67]	Deng Juhao, Zhu Yufeng, Gong Xunqiang, et al. Spatiotemporal evolution and driving factors of ecological environment quality in the Poyang Lake Urban Agglomeration[J]. Science Technology and Engineering, 2025, 25(32): 14062-14075.

[68]	Hou J R, Huang S S, Zhang N, et al. Reinforcing natural rubber by amphiphilic graphene oxide for high-performance catheters[J]. Polymer, 2021, 232: 124142.

[69]	Mohamad Z, Kshiti P, Liu J W. Adsorption of linear and spherical DNA oligonucleotides onto microplastics[J]. Langmuir: the ACS Journal of Surfaces and Colloids, 2022, 38(5): 1915-1922.

[70]	Zhang J, Lü S, Zhao X, et al. Surface functionalization of polyurethanes: a critical review[J]. Advances in Colloid and Interface Science, 2024, 325: 103100.

[71]	Vo T S, Lwin K M, Kim K. Recent developments of nano-enhanced composite membranes designed for water/wastewater purification—a review[J]. Advanced Composites and Hybrid Materials, 2024, 7(4): 127.

[72]	Verma J, Petru M, Goel S. Cellulose based materials to accelerate the transition towards sustainability[J]. Industrial Crops & Products, 2024, 210: 118078.

[73]	Héloïse V, Lara K, Christophe M, et al. Passive sampling of environmental DNA in aquatic environments using 3D-printed hydroxyapatite samplers[J]. Molecular Ecology Resources, 2022, 22(6): 2158-2170.

[74]	Fitz G L I, Hahn E E, Mark W, et al. Capture and protection of environmental DNA in a metal-organic framework[J]. Small Science, 2024, 4(12): 2470054.

[75]	郭庆华, 胡天宇, 马勤, 等. 新一代遥感技术助力生态系统生态学研究[J]. 植物生态学报, 2020, 44(4): 418-435.

[76]	Guo Qinghua, Hu Tianyu, Ma Qin, et al. New-generation remote sensing technology facilitates ecosystem ecology research[J]. Journal of Plant Ecology, 2020, 44(4): 418-435.

[77]	李德旺, 魏秘, 张原圆. 长江水生态保护与修复对策及展望[J]. 水利水电快报, 2025, 46(10): 23-30.

[78]	Li Dewang, Wei Mi, Zhang Yuanyuan. Countermeasures and prospects for ecological protection and restoration of the Yangtze River[J]. Express Water Resources & Hydropower Information, 2025, 46(10): 23-30.

[79]	王辰, 张依章, 唐常源, 等. eDNA技术在水环境管理中的挑战与优化方向[J]. 生态毒理学报, 2025, 20(3): 1-13.

[80]	Wang Chen, Zhang Yizhang, Tang Changyuan, et al. Challenges and optimization directions of eDNA technology in water environment management[J]. Asian Journal of Ecotoxicology, 2025, 20(3): 1-13.

[81]	朱兴林, 司建华, 王军德, 等. 疏勒河流域生态环境质量评价及驱动机制[J]. 科学技术与工程, 2025, 25(25): 10964-10973.

[82]	Zhu Xinglin, Si Jianhua, Wang Junde, et al. Ecological environment quality evaluation and driving mechanism of the Shule River Basin[J]. Science Technology and Engineering, 2025, 25(25): 10964-10973.

[83]	Xavier P, Olivier L, von Ammon U, et al. Filter no more: a modified plankton sampler for rapid in water eDNA capture[J]. Methods in Ecology and Evolution, 2023, 15(1): 60-68.

[84]	唐羽丰, 陶春珲, 王永正, 等. 超高比表面积碳基多孔吸附剂制备及其Kr气存储性能研究[J]. 化工学报, 2025, 76(7): 3339-3349.

[85]	Tang Yufeng, Tao Chunhui, Wang Yongzheng, et al. Preparation of carbon-based porous adsorbents with ultra-high specific surface area and their Kr gas storage performance[J]. CIESC Journal, 2025, 76(7): 3339-3349.

[86]	Zhou Y, Liang R, Qin W. Facile fabrication of anti-fouling polymeric membrane potentiometric ion sensors based on a biocide 4, 5-dichloro-2-n-octyl-4-isothiazolin-3-one-containing self-adhesive waterborne polyurethane coating[J]. The Analyst, 2025, 150: 2045-2053.

[87]	李佳, 熊灿林, 赵娜, 等. 基于eDNA宏条形码技术的大渡河上游鱼类群落结构分析[J]. 水生态学杂志, 2025, 46(6): 162-169.

[88]	Li Jia, Xiong Canlin, Zhao Na, et al. Analysis of fish community structure in the upper reaches of the Dadu River based on eDNA metabarcoding[J]. Journal of Hydroecology, 2025, 46(6): 162-169.

[89]	von Ammon U, Jeunen G J, Laroche O, et al. Investigating passive eDNA samplers and submergence times for marine surveillance[J]. PeerJ, 2025, 13: e19043.

[90]	Rupert A C, Owen S W, Eoin J O, et al. Persistence of environmental DNA in marine systems[J]. Communications Biology, 2018, 1: 185.

[91]	Gert-Jan J, Jasmine S C, Sara F, et al. Assessing the utility of marine filter feeders for environmental DNA (eDNA) biodiversity monitoring[J]. Molecular Ecology Resources, 2023, 23(4): 862-874.

[92]	张晶. 水环境监测中采样质量的控制研究[J]. 水科学与工程技术, 2025(3): 35-38.

[93]	Zhang Jing. Research on the quality control of sampling in water environment monitoring[J]. Water Science and Engineering Technology, 2025(3): 35-38.